EMB-Agar: Grundierung, Vorbereitung und Verwendung

EMB-Agar ist ein selektives und differenzielles festes Kulturmedium, das zur Isolierung von gramnegativen Bazillen, hauptsächlich aus der Familie Enterobacteriaceae, und anderen nicht anspruchsvollen gramnegativen Bazillen verwendet wird. Es ist auch unter dem Akronym EAM bekannt, was Eosin-Methylenblau bedeutet.

Dieses Medium wurde 1916 von Holt-Harris und Teague hergestellt. Es enthält Pepton, Lactose, Saccharose, Dikaliumphosphat, Agar, Eosin, Methylenblau und Wasser. Es ist dem MacConkey-Agar sehr ähnlich, insbesondere wenn der von Levine modifizierte EMB-Agar verwendet wird, der keine Saccharose enthält.

Tatsächlich entscheidet jedes Labor, ob es mit dem einen oder anderen zusammenarbeitet, da sie die gleiche Funktion erfüllen, obwohl sie sich biochemisch unterscheiden.

Es weist sogar den gleichen Nachteil wie der klassische MacConkey-Agar hinsichtlich der Schwarmproduktion durch die Gattung Proteus auf. Um dieses Phänomen zu vermeiden, kann die Agarkonzentration um bis zu 5% erhöht werden.

Stiftung

Selektiv

Der EMB-Agar ist subtil selektiv, da er die Anilinfarbstoffe (Eosin und Methylenblau) enthält, die als Inhibitoren wirken und das Wachstum der meisten grampositiven Bakterien und einiger anspruchsvoller gramnegativer Bazillen verhindern.

Dieser Agar hat jedoch den Nachteil, dass einige grampositive Bakterien dem Vorhandensein der Hemmstoffe widerstehen und als kleine, farblose, punktförmige Kolonien wie Enterococcus faecalis und einige Staphylococcus wachsen können.

Sie können auch bestimmte Hefen züchten, z. B. den Candida albicans-Komplex, der sehr kleine rosa Kolonien ergibt. Aus dieser Hefe können auch Chlamydosporen entwickelt werden, wenn die Probe in der Tiefe ausgesät wird.

Differential

Andererseits ist EMB-Agar auch ein Differenzmedium, da diese Farbstoffe zusammen (Eosin und Methylenblau) die Eigenschaft haben, bei saurem pH-Wert einen Niederschlag zu bilden, weshalb sie als Indikatoren für seine Herstellung dienen.

Daher produzieren schwach fermentierte Laktose- oder Saccharosebakterien in 24 bis 48 Stunden violette Kolonien. Zum Beispiel die Gattungen Klebsiella, Enterobacter und Serratia.

Diejenigen Bakterien, die Lactose wie Escherichia coli oder Saccharose wie Yersinia enterocolitica oder Proteus penneri stark fermentieren , bilden einen grünlich schwarzen Niederschlag, der bei diesen Arten einen charakteristischen metallischen Glanz ergibt.

Es ist zu beachten, dass bei Verwendung von EMB-Levinmedium (ohne Saccharose) Yersinia enterocolitica und Proteus penneri klare Kolonien produzieren.

Bakterien, die weder Lactose noch Saccharose fermentieren, ernähren sich durch die Anwesenheit von Peptonen, die die für die Bakterienentwicklung erforderlichen Aminosäuren und Stickstoff liefern und klare Kolonien bilden. Zum Beispiel die Gattungen Salmonella und Shigella.

Ebenso ist zu beachten, dass die Gattung Acinetobacter Kolonien von Lavendelblau aufweisen kann, auch wenn es sich nicht um einen Fermenter von Lactose oder Saccharose handelt, sie jedoch die Eigenschaft haben, Methylenblau in ihrer Zellwand zu fixieren. Dies kann auch bei anderen oxidativen Bakterien vorkommen.

Vorbereitung

Das ursprüngliche dehydrierte Medium ist hellbeige.

Zur Herstellung dieses Kulturmediums sollten 36 g des dehydrierten Mediums abgewogen und in einem Fläschchen mit einem Liter destilliertem Wasser suspendiert werden.

Nachdem Sie die Mischung 5 Minuten ruhen lassen, bringen Sie die Fiola zu einer Wärmequelle und mischen Sie sie kräftig und konstant, bis sie kocht und sich vollständig aufgelöst hat.

Anschließend muss das bereits gelöste Kulturmedium im Autoklaven 15 Minuten bei 121 ° C sterilisiert werden.

Am Ende der Zeit wird es aus dem Autoklaven entnommen und kurz ruhen gelassen. Dann wird es noch heiß (45 - 50 ° C) zwischen 15 bis 20 ml Agar in jeder sterilen Petrischale serviert. Das Medium sollte blauer Lackmus sein.

Nach dem Servieren werden die Teller leicht unbedeckt gelassen, bis sich der Agar etwas abgekühlt hat. Dann werden sie abgedeckt und können sich vollständig verfestigen. Später werden sie in einem umgekehrten Plakettenhalter bestellt und bis zur Verwendung im Kühlschrank (8 ° C) aufbewahrt.

Diese Prozedur wird vorzugsweise in einer Laminarströmungshaube oder vor dem Bunsenbrenner durchgeführt, um eine Kontamination zu vermeiden.

Es ist wichtig zu beachten, dass jedes Handelshaus die Menge angibt, die gewogen werden muss, um das Kulturmedium herzustellen.

Der endgültige pH-Wert des Mediums sollte 7, 2 ± 0, 2 betragen

Verwendet

Dieses Medium wird zur Aussaat von Urin und Kot oder jeder Art von klinischen Proben verwendet, insbesondere wenn der Verdacht besteht, dass nicht anspruchsvolle gramnegative Bazillen vorhanden sind, wie z. B. Bazillen der Familie Enterobacteriaceae, die in diesem Medium sehr gut wachsen.

Die enteropathogenen Bakterien der Gattungen Shigella und Salmonella zeichnen sich durch farblose oder leicht bernsteinfarbene Kolonien aus.

Andere nicht fermentierende Laktosebazillen wachsen ebenfalls, wie unter anderem Aeromonas, Pseudomonas, Acinetobacter.

Ebenso ist dieses Medium sehr nützlich bei der mikrobiologischen Analyse von Lebensmitteln und Wasser, da es sich ideal für die vollständige Bestätigungsphase der Bestimmung von Coliformen eignet, dh zur Bestätigung des Vorhandenseins von E. coli aus trüben EC-Brühen, aus der wahrscheinlichsten Zahlentechnik (NMP).

Qualitätskontrolle

Um zu überprüfen, ob das neu zubereitete Kulturmedium gut funktioniert, können Kontrollstämme angepflanzt werden, um die Eigenschaften der Kolonien zu beobachten und zu überprüfen, ob sie den Erwartungen entsprechen.

Hierzu können ATCC-Stämme oder gut identifizierte Stämme von E. coli, Enterobacter aerogenes, Klebsiella sp., Salmonella typhimurium, Shigella flexneri, Pseudomonas aeruginosa und einigen grampositiven Bakterien wie S. aureus verwendet werden .

Es wird erwartet, dass E. coli gut entwickelte bläulich-schwarze Kolonien mit grünem Metallglanz erzeugt. Während Enterobacter aerogenes und Klebsiella sp gut entwickelte bläulich-schwarze Schleimkolonien ergeben müssen.

Andererseits müssen Salmonella typhimurium und Shigella flexneri große, farblose oder leicht bernsteinfarbene Kolonien entwickeln.

Schließlich wächst die Gattung Pseudomonas aeruginosa als farblose Kolonien unregelmäßiger Größe, wohingegen grampositive Bakterien bei sehr kleinen Kolonien vollständig gehemmt werden oder sparsam wachsen sollten.

Letzte Überlegungen

Manchmal bewirkt die Sterilisation, dass sich das Methylenblau verringert, wobei ein orangefarbenes Medium beobachtet wird. Damit das Methylenblau oxidiert und sich die violette Farbe erholt, muss es vorsichtig gemischt werden, bis sich die Farbe erholt.

Auch nach der Sterilisation kann der Farbstoff ausfallen, so dass er vor dem Servieren der Petrischalen gut gemischt werden muss.